Аннотация (русский):
Пивная дробина является отходом пивоваренного производства и содержит в себе ценные биологически активные вещества, извлечение которых затруднено из-за присутствия различных полимеров, осложняющих экстракцию. Проведен анализ возможности извлечения полезных органических соединений инновационными способами глубокой переработки, в том числе экологичными, разрушающими внутренние структуры матрицы растительного сырья. Целью работы являлось исследование аналитических источников в отношении переработки пивной дробины как источника вторичных сырьевых ресурсов для получения органических соединений растительной матрицы различными методами в условиях развивающихся научных подходов, что решает актуальные вопросы экологизации пивоваренной промышленности. Изучалась зарубежная и отечественная аналитическая база научно-технической литературы за последние 5–10 лет (Scopus, Web of Science, RSCI и ВАК) по изучению структуры дробины и методов извлечения органических соединений различной природы с применением методов анализа и обобщения данных. Наряду с классическими способами переработки дробины (кислотная, щелочная и ферментативная) были приведены физические и механические способы переработки, направленные на извлечение биогенных пептидов, фенольных соединений и жирных кислот. Показано, что характер обработки зависит от вида извлекаемого соединения. Для извлечения редуцирующих соединений, предназначенных для сорбции, наиболее эффективно воздействие высоких температур (выше 150 °С). Комбинированная обработка кислотами или щелочами целлюлозо-лигниного комплекса позволяет добиться выхода 76,2 % гемицеллюлоз. Кислотный гидролиз арабиноксиланов эффективен при температурах 120–160 °С. Щелочной совместно с физической обработкой позволяет достичь 60 % арабиноксиланов в смеси с фенольными соединениями. При извлечении азотосодержащих, фенольных и липидных соединений наибольшее значение имеет степень измельчения биоматериала и органический растворитель, позволяющие добиться сохранения пространственной структуры и высокого выхода (до 86 %) полезного органического соединения. Показано применение ультрафильтрации, которая позволяет сконцентрировать выделяемое биогенное соединение с сохранением его активности с выходом до 95 %. Проведенный анализ позволил сделать заключение о перспективности переработки пивной дробины экологичными способами, позволяющими достичь высокой степени выхода и чистоты получаемых органических соединений, что актуально для получения биоактивных соединений (пептиды, фенольные соединения, жирные кислоты).

Ключевые слова:
Зерновая дробина, экологизация, биогенные пептиды, фенольные соединения, целлюлоза, гемицеллюлоза, физико-химические методы, инновационные технологии

Введение
Зерновая дробина является отходом пивоварен-
ного производства. Трудности ее сохранения для
дальнейшей переработки состоят в том, что она
содержит 85 % влаги, быстро портится и имеет огра-
ниченную транспортабельную способность. Сухие
вещества отработанного зернового сырья (около 15 %)
включают нерастворимые ткани-оболочки, пред-
ставляющие собой 35–60 % целлюлозо-лигнинных
комплексов, и азотистые соединения, содержащие
471
Грибкова И. Н. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2022. Т. 52. № 3. С. 469–489
до 15–26 % белковых молекул [1]. Вес белковых
молекул составляет от 5 до 30 кДа [2]. Функция
углеводно-белкового комплекса состоит в обес-
печении каркасной безопасности эндосперма
зерна при созревании на колосе и при дальнейшей
биохимической переработке [3]. На рисунке 1
представлены фотографии структур пивной
дробины [4].
Высокомолекулярные целлюлозы ассоцииро-
ваны с азотистыми (пептидами, аминокислотами),
фенольными (фенольными кислотами, флаван-
3-олами) и прочими классами соединений, пред-
ставляющими интерес из-за своей высокой
биологической ценности. В таблице 1 представлен
состав пивной дробины в аспекте перспективных с
точки зрения извлечения органических соединений
(табл. 1).
Согласно данным таблицы 1 большинство орга-
нических соединений дробины находятся в связанной
форме. Поэтому ее подвергают глубокой переработке.
Целью данной работы являлось исследование
аналитических источников относительно ресурсо-
сберегающих технологий по глубокой переработке
пивной дробины для экологизации пивоваренной
промышленности для получения органических
соединений растительной матрицы различными
методами в условиях развивающихся научных
подходов.
Объекты и методы исследования
Материалами для исследования послужили
научные и аналитические данные зарубежных и
отечественных источников информации (Scopus и
Web of Science, RSCI и ВАК). В качестве методов
исследования применялись мониторинг и анализ
источников информации, а также их систематизация и
обобщение для подведения итогов исследовательской
работы.
Результаты и их обсуждение
Производство сорбентов. Дробину как
потенциальный биосорбент стали рассматривать
недавно. Сорбционной активностью, например,
в случае металлов, обладают гидроксильные,
карбонильные и карбоксильные функциональные
группы [17]. В работе O. C. Izinyon и др. для
повышения сорбционной способности дробины
применялся щелочной гидролиз (обработка
0,5 М NaOH), позволяющий разорвать ковалентные и
эфирные связи между лигнинами, гемицеллюлозами
и прочими сложными углеводами, отсоединить
фенольные молекулы и создать большее количество
функциональных групп для сорбирования [18].
Кроме того, для увеличения карбоксильных групп
целлюлозосодержащих биоматериалов применялись
оксиды азота, перманганаты и пероксиды, а также
стабильные и непостоянные нитроксильные
радикалы [19–21]. Существуют исследования,
направленные на модификацию целлюлозы в составе
дробины с получением сополимерного материала
полиакриловой кислотой и полиакриламидом для
сорбции ионов хрома [22]. Однако подобная активация
дробины пригодна для непищевых систем из-за
применения опасных химических соединений.
Для увеличения сорбционной способности
дробины применяли прием химической этерификации
и функционализации тиоловых групп в составе
азотсодержащих соединений [23, 24]. Применяли
гидротермальные принципы обработки дробины
при температуре 150 °C [25]. Авторы отметили,
что, помимо образования кислородсодержащих
функциональных групп, образуются азотсодержащие
группы, которые также вовлекаются в процесс
адсорбции [25]. Применение температуры обработки
дробины более 800 °С, приводящее к пиролизу,
позволило получить активированный уголь с
Рисунок 1. Микрофотографии сырой пивной дробины разрешением 250 (a) и 100 мкм (b) – белки окрашены
в зеленый цвет, а соединения целлюлозно-лигнинного комплекса – в коричневый; микрофотографии с
разрешением 25 мкм (c) – арабиноксиланы окрашены красным, морфо логическая структура дробины окрашена
флуорисцирующим зеленым
Figure 1. Micrographs of raw brewer’s spent grain with a resolu tion of 250 (a) and 100 μm (b): green – proteins, brown – cellu lose-lignin
complex; micrographs with a resolution of 25 μm (c): red – arab inoxylans, fluorescent green – morphological structure
a b c
472
Gribkova I.N. et al. Food Processing: Techniques and Technology. 2022;52(3):469–489
повышенным содержанием азота для адсорбции
фенолов [26].
В таблице 2 приведены методы повышения
сорбционной способности дробины и эффективность
сорбентов.
Температурная обработка структуры пивной
дробины дает более устойчивые продукты, чем
химическая, поскольку позволяет глубоко влиять
на преобразование органических соединений
растительной матрицы. Химическая обработка
структуры дробины с целью получения сорбента
влечет за собой потерю эффективности функци-
ональных групп в процессе применения в результате
Таблица 1. Профиль органических соединений пивной дробины
Table 1. Organic compound profile of brewer’s spent grain
Класс органического соединения Связанные с ним
соединения
Структурная единица
основной цепи
Ссылка
Гемицеллюлозы (арабиноксилан) Целлюлоза,
азотистые
соединения, лигнин,
монофенолы
β-(1,4)-связанные остатки ксилозы [5–9]
Целлюлоза (1–3,1–4)-β-D-
глюкан и крахмал
β-(1,4)-связанные остатки глюкозы
Лигнин – Разветвленная цепь спиртов-
производных из p-кумаровой,
конифериловой и синаповой кислот
Азотистые соединения (5–20 кДa) Арабиноксиланы Пептиды гордеинов, глютелинов,
глобулинов и альбуминов
[10]
Биогенные пептиды Азотистые
соединения
Лизинсодержащие соединения
Аминокислоты: заменимые (гистидин,
глютаминовая и аспартамовая кислоты, валин,
аргинин, серин, тирозин, глицин, аспарагин,
глютамин) и незаменимые (лизин, лейцин,
фенилаланин, изолейцин, треонин, триптофан,
метионин)
Азотистые
соединения
Аминокислоты [3, 11]
Фенолы: монофенольные связанные формы
(5,7-дигидроксихромон, ванильная, кофейная,
p-кумаровая, o-кумаровая, феруловая,
изоферуловая и синаповая кислоты) и связанные
формы димеров фенолов (кверцетин, рутин,
катехин, эпикатехин)
Азотистые
соединения,
лигнины
Связь со структурой лигнина [4, 12]
Свободные монофенолы: феруловая, p-кумаровая,
дигидроферуловая и дигидрокофейная кислоты
Уроновые кислоты Арабиноксилан Углеводородная цепь с
карбонильными группами
[13]
Липиды (моно- и полиненасыщенные жирные
кислоты, длинноцепочечые насыщенные жирные
кислоты, капроновая, каприловая, каприновая,
лауриновая, миристиновая, пентадекановая,
пальметиновая, гексадекановая, пальмитолеиновая,
маргариновая, гептадеценовая, стеариновая,
олеиновая, васценовая, линоленовая, линоэлаидная,
a-линоленовая, арахидоновая, 11-эукозеновая,
эуказадиеновая, генеэукозановая, бегеновая,
эруковая, трикозановая, лигноцериновая,
нервоновая, азелаиновая кислоты)
Арабиноксилан,
целлюлоза,
азотистые
соединения
Эфиры глицеролов и жирных
кислот или свободные формы
[13–15]
Минеральные соединения (кремний, фосфор,
кальций, кобальт, медь, магний, железо, калий,
селен, натрий, сера)
Азотистые
соединения,
β-глюканы
– [16]
Витамины (биотин, ниацин, холин, рибофлавин
и тиамин, фолиевая и пантотеновая кислоты,
пироксидин)
Минеральные
и азотистые
соединения
– [16]
473
Грибкова И. Н. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2022. Т. 52. № 3. С. 469–489
циклов сорбции/десорбции из-за блокирования или
химического разложения [28].
Извлечение углеводов различной молекулярной
массы. Поскольку пивная дробина представляет из
себя матрицу органических соединений, связанных
между собой химическими связями, то ее переработка
является комплексной. Полисахаридные материалы
(гемицеллюлоза, ассоциированная с лигнином) с
жесткой структурой являются причиной, которая
вызывает трудности переработки. Это связано с тем,
что они могут снижать эффективность извлечения
тех или иных соединений [3]. Подтверждением
тому служит работа P. Forssell и др., в которой
исследовались четыре коммерческие смеси целлюлазы
и гемицеллюлазы с различными профилями активности
для солюбилизации углеводов дробины [13].
Ферментативная обработка ксиланазой при 50 °С
дала как растворенную фракцию (до 28 % углеводов
и до 34 % арабиноксиланов в виде моносахаридов
и феруловой кислоты), так и негидролизованный
остаток (смеси феруловой кислоты, связанной с
олигосахаридами, лигнин и связанные с ним белки
и липиды) [13, 29].
Получение биоэтанола, как способа переработки
дробины, также включало в себя ферментативную
стадию. В исследовании J. S. White и др. дробина
предварительно обрабатывалась 0,16 нHNO3 при 120 °С
и затем осуществлялся гидролиз целлюлазными и
гемицеллюлазными препаратами при температуре
37 °С [30]. При концентрации дробины 20 % за
18 ч ферментации культурами Pichia stipitis и
Kluyveromyces marxianus было получено 27 г/дм3
глюкозы, 16,7 г/дм3 ксилозы и 11,9 г/дм3 арабинозы,
которые затем сбраживали с получением этанола.
Эффективность использования субстрата из
растительного источника (зерновой дробины) была
ниже, по сравнению со смесями глюкозы/ксилозы
из синтетических сред, поскольку в сбраживаемой
среде из растительного сырья присуствуют вещества-
ингибиторы дрожжей.
Конверсия целлюлозы дробины осуществлялась
с применением термообработки при мгновенном
перепаде давления в диапазоне 2–7 бар с последующей
биомодификацией препаратом целлюкласт. Это
позволило повысить выход гидролизата до 100 % [31].
В качестве физической предобработки структуры
дробины применялся ультразвук с дискретными
частотами от 25 до 130 кГц и мощностью 550–950 Вт
с последующей ферментацией гемицеллюлазами [32].
Максимальный выход моносахаров был получен
при низкочастотной ультразвуковой обработке с
мощностью 550 Вт.
Дробина может использоваться в качестве
субстрата для производства ферментов эндоглюканазы,
целлобиогидролазы, β-глюкозидазы и ксиланазы,
а также редуцирующих сахаров с использованием
Penicillium sp. HC1 методом погруженной фермен-
тации BSG в количестве 1–5 % и двух источниках
азота (дрожжевой экстракт и сульфат аммония) при
длительности эксперимента от 6 до 12 дней [33].
Наибольшая активность фермента была получена
через 10 дней с использованием 3 % измельченной
дробины и сульфата аммония в виде источника
азотного питания: активность ксиланазы составила
(25 тыс. Ед/дм3), β-глюкозидазы и целлобиогидро-
лазы – 3 и 103 тыс. Ед/дм 3 соответственно.
В качестве предобработки целлюлозы в структуре
дробины отмечается преимущество кислотного
Таблица 2. Характеристики сорбционной активности пивной дробины
Table 2. Sorption activity of brewer’s spent grain
Сорбируемое
соединение/
элемент
Применяемые реагенты/
воздействие
Соединения-мишени Условия
обработки
Сорбционная
емкость
продукта
Ссылки
Химические методы
Ионы Fe3+ 0,5 M NaOH Целлюлоза, гемицеллюлоза, лигнин 120 мин, рН 8,0,
1,0 г/50 см3
500–720 мг/г [18]
Ионы Cr3+ Пероксид бензоила,
акриловая кислота,
акриламид
Образование бензоилперокси
радикала с одновременным
образованием абстрагированного
водорода из аллильных центров
дробины
90 мин,
25–125 мг/дм3
15,6 мг/г [22]
Физические методы
Ионы UO2
2+ Температура Целлюлоза, гемицеллюлоза и
лигнин, азотистые соединения
150 °C, 16 ч
pH 4,7
221,0 мг/г [25]
Фенолы Температура Целлюлоза, гемицеллюлоза, лигнин 800 °C, 5–6 ч,
pH 8,0
50,3–111,3
мг/г
[26]
Ионы Pb2+ H3PO4, КОН, меламин,
оксалат и гексагидрат Fe3+,
температура
Целлюлоза, гемицеллюлоза, лигнин 500 °C, 30 мин 0,4 см3/г [27]
474
Gribkova I.N. et al. Food Processing: Techniques and Technology. 2022;52(3):469–489
гидролиза при температурах выше 120 °С, которое
предшествует биокатализу (ксилололитические и
целлюлолитические ферменты в составе культур
микроорганизмов), относительно выхода ксилоз и
арабиноз [34]. В этом случае следует учитывать, что
кислотные гидролизаты из-за высокой термической
нагрузки могут содержать как продукты деграда-
ции сахара (фурфурол, гидроксиметилфурфурол,
муравьиную, уксусную и левулиновую кислоты),
так и простые фенольные соединения (кумаровую
кислоту, сирингальдегид и гидроксибензальдегид),
которые ингибируют биоферментацию сахаров [35].
Благодаря особенностям строения целлюлозно-
лигнинного комплекса дробины большей фермен-
тативной доступностью обладают связи, соединяющие
арабинозные звенья в молекуле [6]. Соответственно,
арабинозу извлекали с более высокой эффективностью,
чем ксилозу: из 76,2 % гемицеллюлоз было извлечено
67 % ксилозы и 97,8 % арабинозы [6].
Целью извлечения являются растворимые углеводы.
Поэтому необходимо применять комбинированные
физические, термические и ферментативные спо-
собы обработки. D. Macheiner и др. был исследован
способ воздействия микроволнового излучения при
температуре ~160 °C при кислотном (0,1 М HCl)
гидролизе с последующим целлюлолитичес-
ким растворением [36]. Однако полного гидролиза
сложных углеводов кислотным, ферментатив-
ным и физическим способами добиться не
удалось [6, 34, 36].
Была изучена физиологическая способность
некоторых микроорганизмов (например, нитчатых
грибов) перерабатывать сложные лигнины и
арабиноксиланы, несмотря на их структурную
сложность [37, 38]. В комплекс ферментов ксиланаз
входят эндо-β-1,4-ксиланаза, β-D-ксилозидаза,
α-L-арабинофуранозидаза и β-глюкуронидаза, кото-
рые способны отщеплять субъединицы от
основной цепи ксилана [38]. Их индукция
происходит из-за присуствия неферментирующей
1/AMP-активированной протеинкиназы сахарозы
(SNF1/AMPK), которая является центральным
регулятором метаболизма углерода и выработки
энергии у эукариотических микроорганизмов [39].
99 % растворимого арабиноксилана было получено
из дробины с комплексным применением культуры
Lactobacillus plantarum F10 и цитолитических
ферментов методом твердофазной ферментации [40].
Это позволило отказаться от предварительной
обработки дробины из-за особенности штамма
эукариот.
Существуют способы более мягкого темпе-
ратурного воздействия на структуру дробины или
автогидролиз: выделяемая из боковых ацетильных
групп арабиноксилана уксусная кислота приводит
к деполимеризации ксилана [41]. Результаты
воздействия условий автогидролиза на целлюлозно-
лигнинный комплекс дробины представлены в
таблице 3 [42].
Данные таблицы 3 показывают, что высокие
температуры обработки приводят к снижению
доли гемицеллюлозы и увеличению доли лигнина.
Причем растворимый в кислоте лигнин снижает
свое содержание, а нерастворимый, наоборот, кол-
личественно увеличивается. Это свидетельствует о
необходимости селективного подхода к извлечению
соединений целлюлозного комплекса в зависимости
от целей обработки дробины.
Условия автогидролиза при микроволновом
воздействии позволяют достичь деполимеризации,
разветвления и деэтерификации арабиноксилана
с образованием коричневых продуктов при темпе-
ратуре выше 150 °С за 2 мин. Поэтапное изменение
температуры воздействия (140 и 180 °С) в присуствии
0,1 М КОН позволяет добиться извлечения 62 %
арабиноксиланов дробины со степенью полимеризации
от 7 до 24 остатков ксилозы и степенью этерификации
фенольных кислот от 5 до 21 % [43].
Обработка дробины щелочными реагентами
способствует извлечению целлюлозы при раство-
рении затрудняющих доступ гемицеллюлоз и
лигнина. Только щелочная или комбинированная
с микроволновой обработка в течение 3 мин при
Таблица 3. Состав экстрактов пивной дробины после предобработки при различных температурах
Table 3. Composition of brewer’s spent grain extracts at variou s thermal pretreatment modes
Органические соединения
Содержание при условиях обработки, %
98 °C/36 ч 121 °C/24 ч 140 °C/4 ч 180 °C/30 мин
Целюлоза 24,9 26,4 25,3 28,3
Гемицеллюлозы, в сумме 25,9 23,1 22,5 18,3
Ксилан 16,9 15,9 17,1 14,4
Галактан 1,7 1,4 1,3 1,3
Арабинан 7,3 5,8 4,1 2,6
Лигнин, в сумме 24,2 32,9 34,2 36,5
Нерастворимый в кислоте лигнин 14,2 26,0 26,0 28,4
Растворимый в кислоте лигнин 10,0 6,9 8,2 8,0
475
Грибкова И. Н. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2022. Т. 52. № 3. С. 469–489
мощности аппарата 850 Вт позволила добиться выхода
доступных сахаров для роста микроорганизмов [44].
В совокупности с щелочными условиями извлечения
применялись солевые реагенты (хлорид кальция и
бисульфит натрия) для производства нанофибрилл
целлюлозы из лигнинсодержащих структур дро-
бины [45]. Извлечение арабиноксилана дробины может
проводиться щелочью в зависисмости от концентрации
и щелочности неметалла в растворе. Экстракция
арабиноксиланов в присуствии СаО способствует
выходу 6,5 % при 100 °С и 3,5 % при 25 °С [46].
Слабые щелочные условия привели к растворению
арабиноксилана с высокой молекулярной массой.
S. F. Reis и др. был оптимизирован способ
извлечения арабиноксиланов дробины путем
применения экстракции с помощью ультразвука
(20 кГц, 750 кВт) в сочетании со щелочной экстрак-
цией (2 М КОН) [47]. Это позволило сократить время
экстракции (до 25 мин), снизить энергоемкость
процесса и получить до 60 % выхода целевого
продукта без примесей крахмала благодаря этанольной
экстракции и ульрафильтрации на сите с отсечкой
12 кДа. Исследован способ обработки дробины в
пищевых целях, при котором арабиноксилановые
гидролизаты освобождали от белка путем применения
щелочной (0,5 М КОН и NaOH) экстракции азотистых
соединений при температуре 25 °С в течение 24 ч с
выделением белков при рН 3 лимонной кислотой [48].
Далее арабиноксиланы извлекались этанолом
с выходом азотистых соединений 82–85 % и
арабиноксиланов 66–73 % от общего количества
соединений. Выделение арабинозы связано с
особенностями строения арабиноксилана: количество
терминально связанных остатков арабинозы не
соответствует количеству точек ветвления ксилозы
в молекуле арабиноксилана дробины. Данный
факт, с одной стороны, объясняется присутствием
О-ацетила, гексозы, гексуроновой кислоты и
метилированных остатков уроновой кислоты, а
с другой – нелинейным замещением феруловой
кислоты [49, 50]. Поэтому слабые щелочи могут
воздействовать на точки ветвления ксилозы, т. е.
связи, соединяющие феруловую кислоту и участки
арабиноксилана посредством этерификации,
приводя к высвобождению высокомолекулярного
арабиноксилана [46]. Кроме ферулловых кислот,
лигнин может сшивать арабиноксилан и на его связи
также будут воздействовать слабые щелочи [50].
Поэтому уместно при ферментативном гидролизе
осуществлять ступенчатую предобработку ще-
лочами различной ионной силы для увеличения
биодоступности органических соединений. Дан-
ный принцип применялся для производства
лигнинсодержащих носителей дрожжевых клеток [51].
Ферментативный биокатализ органических сое-
динений дробины промышленными ферментами
или микроорганизмами распространен, поскольку
позволяет добиться хорошего выхода целевого
продукта.
Для обработки дробины изучалось применение
импульсного электрического поля при мощности
2,8 кВт/см3 в условиях 3000 импульсов шириной
20 мкс [52]. Такая обработка позволила добиться
выхода свободной d-глюкозы и суммы свободных
аминокислот – 18,5–33,3 и 21–25 мг/г соответственно.
Эффект воздействия импульсного поля основан на
явлении совпадения мощности потока электронов и
расположения ионов в молекуле, когда в условиях
электрического поля происходит ионизация в
молекулярной структуре (фазозависимая ани-
зотропия в распределении H+ фрагментов). Это
приводит к локализации электронного облака
и асимметричному разрушению молекулярных
связей [53]. К физическим способам обработки
углеводного комплекса дробины можно отнести
воздействие субкритической воды, с помощью
которой удалось получить сахара С-5 из дробины [54].
Способ состоял из нескольких стадий: на первой стадии
осуществлялась обработка субкритической водой
(140–210 °С при скорости ее потока 10–20 см3/мин).
Затем следовал щелочной гидролиз раствором
0,01–1 М NaO H и ферментативный гидролиз
(протеаза, протеиназа из Bacillus subtilis, ксиланаза,
смесь эндо-1,4 и эндо-1,3 β-ксиланаз из Trichoderma
longibrachiatum и целлюлазы, 1,4-(1,3:1,4)-β-d-глюкан
4-глюканогидролазы из Aspergillus niger). Анализ
данных показал, что общий выход углеводов зависел
от температуры гидролиза, а основными продуктами
были арабиноза и ксилоза. Отмечалось образование
автокаталитических кислот в нерастворившемся
остатке гемицеллюлоз в виде карбонильных и
карбонизированных частиц.
Извлечение азотистых веществ различной
молекулярной массы. Способ извлечения азото-
содержащих соединений из дробины зависит от
конечного соединения. Для извлечения аминокислот
применялся метод экстракции. В таблице 4 при-
веден количественный состав аминокислот при
использовании различных растворителей [55].
Природа растворителя имеет большое значение.
Наиболее часто применяются полярные растворители,
такие как метанол, этанол, ацетон, гексан, этилацетат
или их водно-спиртовые смеси, для извлечения целого
комплекса соединений дробины (общих фенолов,
флавоноидов, белков и редуцирующих сахаров) [56].
Данные растворители обладают большей, по
сравнению с водой, степенью диффундирования в
растительную матрицу. Это позволяет им эффективнее
извлекать необходимые органические соединения.
С другой стороны, биологически активные ве-
щества имеют сродство к поверхностно-активным
экстрагентам [57]. Сами растворители имеют разную
полярность, которая характеризует образование
476
Gribkova I.N. et al. Food Processing: Techniques and Technology. 2022;52(3):469–489
мицелл вокруг экстрагируемого вещества. Возрастание
коэффициента полярности происходит от меньшего
к большему в следующем ряду: гексан, этиловый
эфир, этилацетат, бутанол и водно-спиртовые
смеси [58]. Использование определенных полярных
растворителей основано на ассоциации в жидкой
среде с образованием ди-, три- и тетрамеров молекул
растворитель – экстрагируемое вещество. Это
приводит к образованию мицеллярных соединений
с внешними полярными группами. Мицеллярные
группы способствуют солюбилизации органических
соединений матрицы [59]. Количество гидроксильных
функциональных групп в растворителе имеет значение:
при их росте увеличивается сольватационная
активность, что приводит к повышению скорости
мицеллобразования [60].
Исследовалось влияние катионного поверхностно-
активного вещества – мирамистина – на эффективность
извлечения различных органических соединений
дробины, в том числе аминокислот. Результаты
показали, что в отношении аспарагиновой кислоты,
аспарагина, гистидина, глютамина и валина данное
катионное поверхностно-активное вещество чуть
эффективнее водного раствора [55].
Применялась экстракция 90 мас.% NaAcO:
мочевина (молярное соотношение 1:2) или эвтек-
тический растворитель на основе карбоксилатных
солей, позволившая добиться выхода азотистых
соединений до 79 % из дробины [61].
Азотистые соединения дробины представлены
высокомолекулярными белками – гордеинами B
(весом от 30 до 50 кДа) и C (от 55 до 80 кДа) [62].
Их извлечение требует применения более глу-
боких принципов переработки растительной
матрицы. Щелочная экстракция применима для
направленного извлечения белковых соедине-
ний в сочетании с ультразвуковой обработкой.
Показано, что комплексная обработка 110 мМ
раствором NaOH и звуковой обработкой дробины
мощностью 250 Вт в течение 20 мин повышали выход
азотистых соединений до 86,16 % по сравнению
с традиционной экстракцией без ультразвука
(45,71 %) [63]. Иследователи отмечали как струк-
турные изменения белковых молекул дробины
под действием ультразвука, так и изменение их
пространственной структуры (разворачивание).
Тот же эффект наблюдался при комплексной
переработке дробины ферментами гриба Rhizopus
oligosporus с последующей этанольно-щелочной
экстракцией с выделением 61–66 % белка [64].
Это позволило констатировать эмульгирующую
способность экстрактов, пенообразующие свойства
и восстанавливающую способность.
Принципы щелочной экстракции применялись
на основе использования раствора 0,1 М NaOH при
температуре 60 °C в течение 60 мин с проведением
дальнейшего высаливания азотистых соединений
Таблица 4. Содержание азотистых соединений в экстрактах дробины
Table 4. Content of nitrogenous compounds in brewer’s spent gra in extracts
Название аминокислоты Содержание соединений в экстрактах, мг/дм3
Н2О 0,01 % раствор
мирамистина
70 об.% раствор этанола 70 об.% раствор
пропиленгликоля
Сумма аминокислот, включая
незаменимые
53,70 45,00 122,8 96,70
21,50 16,90 56,10 40,60
Аспарагиновая кислота 4,88 5,07 5,72 5,76
Глютаминовая кислота 3,84 2,28 6,63 6,01
Аспарагин 2,98 3,11 5,22 5,75
Гистидин 1,38 1,43 2,74 2,42
Серин 3,87 3,69 5,09 5,51
Глютамин 4,64 4,92 8,30 8,77
Аргинин 0,90 0,60 1,45 1,42
Глицин 3,33 3,29 7,45 7,57
Треонин 2,90 1,72 5,14 4,84
Аланин 5,39 2,77 11,46 11,87
Тирозин 2,31 2,36 3,36 3,44
Валин 3,17 2,37 6,42 6,05
Метионин 1,44 1,42 2,49 2,55
Триптофан 2,80 2,54 5,83 5,43
Изолейцин 1,38 1,40 3,75 3,32
Фенилаланин 2,82 1,99 6,68 6,30
Лейцин 2,62 1,86 6,78 6,20
Лизин 2,09 1,26 2,73 2,49
477
Грибкова И. Н. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2022. Т. 52. № 3. С. 469–489
при сдвиге изоэлектрической точки до рН 4,0 2,0 М
раствором лимонной кислоты при выходе белка
60 % [65].
Прочие соединения с щелочными свойствами
(KOH и Na2CO3, Na2HPO4, CH3(CH2)11OSO3NA)
рассматривались применительно к извлечению
азотистых соединений дробины, но гидроксид натрия
был наиболее эффективен [66].
Белковая растворимость зависит от отрицатель-
ного поверхностного заряда. Cнижение заряда
поверхности сильно коррелирует с увеличением
растворимости белка и может быть связано с
агломерацией воды кислыми аминокислотами, что
приводит солюбилизации белковых молекул [67].
Это свойство белков лежит в основе действия пре-
паратов-осадителей, которые снижают отрицательный
заряд молекулы белка (сульфат аммония и пр.), что,
наряду с другими техниками, применяется при
выделении белков из многокомпонентной смеси.
Известны способы извлечения белковых соеди-
нений комбинированной щелочно-кислотной и
ферментативной обработкой. В качестве кислоты
применялась разбавленная серная кислота с
температурой среды 120 °С, в качестве щелочного
реагента – раствор NaOH. Это позволило добиться
95 % выхода азотистых соединений [68]. В
отличие от органической обработки гидротер-
мальная предварительная обработка (60 °C) привела
к снижению выхода азотистых соединений до
64–66 %. Отрицательным моментом применяемой
технологии является получение белка с присут-
ствием лигниноподобных соединений. Однако
существует еще одна проблема при применении
высокотемпературной технологии – образование
побочных соединений, снижающих выход конечного
соединения (продукты разложения и окисления), и
дополнительные расходы на электороэнергию.
Применение ферментолиза матрицы дробины для
переработки с получением азотистых соединений
кажется наиболее подходящим вариантом.
Однако применение препаратов пептидаз в целях
солюбилизации белкового азота говорит об отсутствии
корреляции с дозировкой препарата и выходом
белковых соединений [65, 69]. Бактериальная
протеиназа способствовала выходу белков дробины
(до 77 % общего белка). В отличие от действия
других пептидаз в смеси азотистых соединений
присуствовали пептиды средней молекулярной
массы, аминокислоты пролин и глютамин. Отмечалась
эффективность комплексной обработки дробины
целлюлолитическими ферментами. Это обеспечило
полный доступ биокатализаторов протеолити-
ческого действия к растительному субстрату. Важен
также уровень рН: более щелочная рН (около 8,0)
способствовала оптимальной солюбилизации бел-
ковых молекул по сравнению с рН 6,8.
Протеолиз дробины осуществлялся различными
расами микроорганизмов: A. niger, Saccharomyces
cerevisiae и Streptomyces sр. [70]. Результаты
исследования показали, что в присуствии клеток
микроорганизмов некоторые аминокислоты (лизин,
гистидин, аспарагин, треонин, пролин, глицин, аланин,
валин, метионин, изолейзин, лейзин, триптофан и
фенилаланин) снижают свое содержание, а кон-
центрация аргинина, серина, глюзина и цистеина
увеличивалась по мере прохождения ферментации.
Данный эффект объясним биологической потреб-
ностью различных штамов микроорганизмов в азотном
питании [71].
Заслуживает внимания способ получения
гидролизата биогенных пептидов из пивной дро-
бины [72]. Суспендированную дробину в аппарате
обратного осмоса с водой гомогенизировали и затем
подвергали поэтапному гидролизу грибной ксиланазой
и комплексом целлюлолитических ферментов (в
том чиле β-глюканазой), затем бактериальной
ксиланазой и грибной аминопептидазой. Температура
процесса ферментолиза на каждой стадии составляла
50 °С с рН среды 5,0. В полученной смеси были
определены 11 биогенных белков, обладающих
ингибирующей активностью в отношении к ди-
пептидилпептидазе IV, участвующей в процессе
инкретинового гормона как показателя роли в
регуляции гликемирования [73]. Биогенные пептиды
обладали ингибиторной активностью по отношению
к ангиотензинпревращающему ферменту – важному
компоненту ренин-ангиотензиновой системы, кото-
рая превращает ангиотензин I в ангиотензин II
и гидролизует брадикинин, т. е. помогает в борьбе
с сердечно-сосудистыми заболеваниями [74]. Таким
образом, полученные гидролизаты ьмогенных белков
дробины обладали потенциалом для диетических
пищевых продуктов, потребляемых при заболеваниях
диабетом 2 типа и гипертонией.
Исследовались вспомогательные способы
концентрации изолятов белков посредством
ультрафильтрации [75]. Показано, что более 92 %
азотистых соединений удерживалось мембранами
с размером ячеек до 5 и 30 кДа. Это позволило
повысить концентрацию белка в экстракте до 20,10 %
на мембране 5кДа и до 16,0 % на мембране 30 кДа,
по сравнению с выпариванием на ротационном
испарителе, где выход экстракта достигал 4,9 % [72].
К методам концентрирования относится применение
химических соединений. Ннапример, мочевина,
1-пропанол и пр. [48, 61, 64, 76].
Изучались физические методы экстракции
белковых соединений из дробины.
В работе D.-S. Tang и др. проводилась ультра-
звуковая обработка белковых компонентов
дробины в водной среде, которая позволила
установить оптимальные параметры экстракции:
продолжительность 80 мин, мощность ультразвука
478
Gribkova I.N. et al. Food Processing: Techniques and Technology. 2022;52(3):469–489
88,2 Вт/100 см3 экстрагента, гидромодуль 1:50 при
выходе азотистых соединений 104,2 мг/г дробины [77].
При замене водной среды на щелочную отмечался
выход азотистых соединений 86 % с высоким уровнем
очистки азотистой фракции (до 57,8 %) [63].
Обработка гидротермальной водой при температуре
98–180 °С, длительности 0,5–48,0 ч и гидромодуле 1:4
позволила извлечь азотистые соединения в объеме,
представленном на рисунке 2 [42].
Наибольшая концентрация белка наблюдалась при
180 °С (рис. 2) и соответствовала солюбилизации
48,68 % от содержания белка в исходной дробине [42].
Скорость солюбилизации органических соединений
дробины, в том числе азотистых, в условиях
повышения температур увеличивалась пропор-
ционально концентрации соединений в жидкой
фракции: максимальная концентрация азотистых
соединений при 98 °С составляла 10,50 г/дм3, при
121 и 140 °С – 21,09 и 21,88 г/дм3 соответственно.
При экстрагировании азотистых соединений важно
правильно подобрать гидромодуль или соотношение
твердая фаза:жидкая фаза, поскольку увеличение
объема жидкой фазы и температуры извлечения
способствовало повышению потерь белковых
соединений за счет термодеструкции и реакций
Майара и снижению катализа под действием
высвобождающейся в меньшей степени из матрицы
дробины уксусной кислоты [68].
Извлечение фенольных соединений различной
молекулярной массы. Получение фенольных
соединений из дробины, кроме немногочисленных
свободных форм, затруднено из-за их прочной связи
с лигином и азотистыми молекулами [78].
Свободные фенольные кислоты обычно
экстрагируют полярными растворителями при
температуре 20–55 °С, поскольку температура
экстрации выше 55 °С влечет за собой структурные
изменения фенолов [11, 55].
Сравнивались способы простой экстракции
полярными смесями ацетон – вода и этанол –
вода. Наибольшая эффективность наблюдалась
при концентрации растворителя в смеси 60 %, а
применение ацетона в смеси с водой обеспечивало
более высокие выходы фенолов [79].
В таблице 5 представлены выходы растворимых
фенолов при экстракции в разных условиях.
Даные таблицы 5 подтверждают тот факт, что
полярность экстрагента сильно влияет на выход
монофенольных кислот. Влияние на экстракцию более
сложных фенольных соединений (антоцианогены
или флаван-3-олы) подтвердить сложно из-за
отсуствия данных. Т. Bonifácio-Lopes и др. заявляют,
что этанольные экстракты обладают биогенными
свойствами за счет присуствия в них катехинов [82].
Еще одним традиционным способом экстрак-
ции фенольных соединений является щелочная
экстракция [4, 81]. Щелочь гидролизует участки
нерастворимого лигнина, действует на цел-
люлозу и высвобождает белковые и фенольные
соединения [44–46, 66]. Однако щелочной гидро-
лиз необходимо проводить с осторожностью,
поскольку щелочь разрушает структуру фенольных
соединений.
В исследовании K. Lemańska и др. показано,
что антиоксидантная активность фенольных
представителей тесно связана с их реакционной
способностью по отношению к активным формам
кислорода, которая повышается в щелочных
условиях [83]. Поэтому такая степень реакционной
способности обуславливает легкую лабильность при
щелочных обработках, что приводит к необратимому
превращению фенолов в другие соединения. В
исследовании S. Honda и др. показано, что из наиболее
характерных для дробины представителей фенольных
соединений кверцетин и галловая кислота были
наиболее лабильны [84].
M. Friedman и др. в своей работе показали, что
в условиях рН от 7 до 11 кофейная, хлорогеновая и
галловая кислоты не стабильны [85]. В отношении
хлорогеновой, феруловой и транс-коричной кислот, а
также рутина была показана устойчивость в условиях
измения рН при нагревании и хранении. Имеет
значение не только рН, но и температура, а также
длительность извлечения фенольных соединений.
L. Zeng и др. показали, что при рН выше 6 и
температуре более 80 °С экстракты с полифенолами
становились темнее, а содержание катехинов
снижалось [86]. Более того, отдельные формы
катехинов подвергались эпимеризации (более 95 %).
Рисунок 2. Содержание азотистых соединений при
различных условиях (температура, продолжительность)
гидротермальной обработки
Figure 2. Content of nitrogenous compounds at various
temperature and time modes of hydrothermal treatment
22,0
22,5
23,0
23,5
24,0
24,5
Содержание азотистых соединений, %
98°С/36 ч 121°C/24 ч 140°C/4 ч 180°C/30 мин
Режимы обработки образцов дробины
479
Грибкова И. Н. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2022. Т. 52. № 3. С. 469–489
Фенольные спирты (например, эвгенол) могут
влиять на стабильность фенольных соединений
в нестабильных условиях [87]. Была показана
интенсификация автоокисления полифенолов при
щелочном рН. Наблюдался взаимный эффект
снижения окислительной активности, зависящий
от молекулярной массы фенола: антиокислительная
активность смешанного раствора флавоноидов
(катехина и эпикатехина) была выше, чем у
монофенольных кислот при различных способах
воздействия.
Варианты щелочного гидролиза представлены
в таблице 6.
Представленные в таблице 6 характеристики извле-
ченных полифенолов не говорят о более ценных
формах соединений, хотя K. V. Kobelev и др. заявляют
о присуствии рутина и кверцетина (43,40 и 6,71 мг/дм3 с
оответственно) в составе щелочных экстрактов
дробины [11].
Известен способ переработки растительной
матрицы дробины в условиях ферментативного
гидролиза. В таблице 7 представлены некоторые
результаты применения культур микроорганизмов
для биопереработки матрицы дробины.
Применяются и ферментные препараты (Econase,
Spezyme, Ultraflo L и т. д.), позволяющие извлечь
фенольные соединения в небольших объемах
(до 1,3 %). Это говорит о несбалансированном
составе гидролизующих целлюлолитических
Таблица 5. Профиль фенольных соединений при простой экстракции дробины
Table 5. Phenolic profile after a simple brewer’s spent grain e xtraction
Фенольные
соединения
Содержание полифенолов при условиях экстракции, мкг/г
30 °C, 2 ч, 1:10
(дробина:вода)
[80]
50 °C, 2 ч, 1:10 (дробина:экстрагент) [11] 60° C, 0,5 ч, 1:20
(дробина:ацетон)
[81]
H2O 0,01 % раствор
мирамистина
70 об.%
раствор
этанола
70 об.% раствор
пропиленгликоля
Галловая кислота 83,3 50,0 63,0 66.0 58,0 нс
Ванильная кислота 1,1 нс 44,4 18,4 11,7 нс
Кофейная кислота 1,7 нс нс нс нс 0,2
Сиреневая кислота 2,5 нс 3,0 12,0 3,0 33,9
Кумаровая кислота 0,3 нс нс нс нс 686,6
Феруловая кислота 0,9 нс нс нс нс 1809,5
Синаповая кислота 7,2 2,0 0,5 21,0 15.0 14,6
Антоцианогены,
сумма
нс 41,0 1,0 17,0 48,0 нс
Рутин нс нс нс 1500,0 855,0 нс
*нс – не сообщается.
* нс – not reported.
Таблица 6. Щелочной метод экстракции полифенолов дробины
Table 6. Alkaline method of extracting polyphenols from brewer’ s spent grain
Условия щелочной
экстракции
Содержание феруловой
кислоты
Содержание p-кумаровой
кислоты
Содержание всех
полифенолов
Ссылки
2 M NaOH, 20 °C, 16 ч, с N2 1860–1948 мкг/г 565–58 мкг/г нс [88]
1 M NaOH, 20 °C, 16 ч, с N2 0,20–0,24 % 0,068–0,121 % нс [89]
0,5 M KOH, 25 °C, 2 ч 1,78–0,50 мкг/мг 1,97 мкг/мг нс [90]
0,5 M NaOH, 120 °C, 1,5 ч 9,65 мг/г сл** 9,22 мг/г сл нс [91]
4 M NaOH, 25 °C, 24 ч, с N2 51,0 % 27,7% нс [92]
1 M NaOH, 25 °C, 16 ч 27,3 мг/см3 нс 0,73 мг GAE/см3 [93]
4 M NaOH, 25 °C,17 ч нс* нс 1,8 г GAE/кг [94]
0,2 M NaOH, 50 °C,1 ч нс нс 0,67 г/дм3 [11]
1 M NaOH, 50 °C, 1 ч нс нс 1,1 г/дм3 [11]
0,15 M NaOH, 20 °C, 24 ч 15,4 4,5 нс [95]
0,5 M NaOH, 120 °C, 1,5 ч нс нс 101,0 г GAE/кг [96]
*нс – не сообщается; **сл – солюбилизованный лигнин.
* нс – not reported; ** сл – solubilized lignin.
480
Gribkova I.N. et al. Food Processing: Techniques and Technology. 2022;52(3):469–489
ферментов либо неудачных условиях проведения
извлечения [101, 102].
В отношении коммерческих ферментов
необходимо сочетание в составе эндо-(1,3-(4))-
β-глюканазы, целлюлазы, α-амилазы, ксиланазы,
арабиноксидазы, пентозаназы, арабиназы и
гемицеллюлазы, чтобы полноценно высвободить
связанные формы фенольных соединений [4, 11].
В условиях минимизации загрязняющих
технологий в отношении полифенолов и прочих
соединений, к которым предъявляются высокие
требования по сохранению пространственной струк-
туры, активности и применения с целью решения
проблемы повышения нутрицевтической ценности
пищевых продуктов, используются экологичные
высокотехнологичные способы выделения фенол-
ьных соединений из дробины. Данные приведены
в таблице 8.
Преимуществами способов, представленных в
таблице 8, являются экологичность и возможность
применения в пищевых областях промышленности.
Извлечение соединений липидной природы.
Пивная дробина содержит жирные кислоты
(пальмитиновую, линолевую, олеиновую и
стеариновую) и токотриенолы [98].
Среднее содержание токотриенолов и жиров
дробины (зерновой шелухи) выше по сравнению с
цельным зерном [118]. Высвобождение липидных
фракций связяно со способом разрушения эфирных
связей с прочими соединениями дробины (белками,
фенолами и пр.), поэтому носит комплексный
характер. Однако предпринимались попытки
провести простую экстракцию 20 об.% раствором
спирта при комнатной температуре в течение 24 ч.
Были обнаружены пальмитиновая, стеариновая,
олеиновая, линолевая и линоленовая кислоты [75].
Таблица 7. Ферментативные методы обработки дробины
Table 7. Enzymatic methods of brewer’s spent grain processing
Применяемые культуры микроорганизмов
и ферментные препараты
Высвобождаемые фенольные соединения Ссылки
Всего монофенольных кислот Всего фенольных соединений
Lactobacillus plantarum + ксиланаза,
30 °C, 24 ч
1864,4 мг/кг (связанные формы)
479,68 мг/кг
(свободные формы)
2358,8 мг/кг [4]
Trametes versicolor TV-6, 27 °C, 14 дней нс* 8,7 мг/г [97]
Aspergillius niger, 25 °C, 7 дней нс 1,86 мг CAE/г [98]
Bacillus subtilis, 37 °С, 2 дня нс 6,94 мкг/г [99]
Aspergillus oryzae, 37 °C, 3 дня 25 % 8,2 мг CAE/г [100]
*нс – не сообщается.
* нс – not reported.
0 10 20 30 40 50 60
Миристиновая
Пальметиновая
Пальметолеиновая
Стеариновая
Олеиновая
Линолевая
Линолеиновая
Арахидоновая
Эйкозапентадиеновая
Бегениковая
Докозагексаеновая
Насыщенные
Мононенасыщенные
Полиненасыщенные
Количество жирных кислот, %
Жирные кислоты
Рисунок 3. Профиль жирных кислот дробины
Figure 3. Fatty acid profile of brewer’s spent grain
481
Грибкова И. Н. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2022. Т. 52. № 3. С. 469–489
Экстракция смесью хлороформ:метанол
(2:1) тонкоизмельченной дробины в условиях
высокоскоростного гомогенизатора в течение 30 с
применялась для извлечения липидной фрак-
ции [119]. На рисунке 3 приведен жирнокислотный
состав полученного экстракта.
Как видно из рисунка 3, дробина может
быть источником полиненасыщенных жирных
кислот (эйкозапентаеновая, докозагексаеновая и
арахидоновая), которые могут быть превращены
при усвоении в биоактивные липидные медиаторы,
участвующие в подавлении роста раковых тканей и
оказывающие кардиопротекторные и когнитивные
функции [120]. В работе J. C. del Río и др. показано,
что дробина имеет в своем составе разные формы
Таблица 8. Экологичные способы экстракции полифенолов дробины
Table 8. Sustainable methods of extracting polyphenols from bre wer’s spent grain
Название метода
экстракции
Принцип метода Условия экстракции Общее содержание
полифенолов
Ссылки
Обработка
ультразвуком
Воздействие механических волн
при изменении температуры и
давления в системе, что разрушает
матрицу дробины и высвобождает
сопутствующие соединения
8 мин, 1:20, 20 об.% этанол,
47 °C, 75кГц
2,8 мгGAE/г [103]
30 мин,1:20, 0,2 M NaOH,
30 °C, 25кГц
4,2 мг GAE/г [81]
22 мин, 1:10, 60 об.% метанол,
70 °C, 45 кГц
1,42 мг GAE/г [104]
Жидкостная под
давлением
Воздействие давления и
температуры выше температуры
кипения с участием органических
растворителей
2 см3/мин, 1:2, этанол:вода,
120 °C, 10 MПa
9944,0 мкМоль
TE/100г
[105]
10 мин, 90 °C, 14,2 MПa 541,0 мкг/100 г [107]
60 °C, 60 % ацетон, 200 Бар 1346 мкг/г [107]
Механохимическая Сушка и измельчение сырья до
крупности 0,5–2 мм с последующим
применением щелочных средств и
экстракцией водой
10,0 г + 1 г NaHCO3 , шаровая
мельница, 300 об/мин, 20 мин,
50 °C, 30 мин
1,82 г/100г [108]
Высокое
гидростатическое
давление
Измельчение и просеивание
материала через сита 40 или 60 Меш,
экстракция с растворителем в сосуде
высокого давления, фильтрация
16,0 см3/г, 295 MПa, 13 мин
под давлением, 70 об.% этанол
40 мМоль Trolox/
дм3
[109]
80 об.% метанол, 500 MПa,
10 мин
129,1 мг GAE/100 г [110]
Суперкритическая
жидкостная
Извлечение сверхкри-тическим
СО2 и подбор соотношения размера
частиц сырья
15–35 MПa, 50 °C,
30 об.% этанол
0,57 мг/г [111]
30 MПa, 50 °C, 8 об.% этанол 28,3 мг GAE/г [112]
Микроволновая Воздействие микроволн,
повышающих температуру внутри
растительного сырья с размером
частиц 60 мкм – 70 мм
Холин хлорид:глицерин 2,3 мг GA/г [113]
15 мин, 100 °C, 20 см3
экстрагента
13,1 г/кг [114]
Пульсирующее
поле
Воздействие электрического
потенциала на ионные связи в
молекулах дробины при рабочем
напряжении 140–220 В и выше
14,5 имп/с, 2,5 кВт/см3, 50 Гц Увеличение
содержания
фенолов в 2,7 раз
[115]
0,61–9,98 кДж/кг, 1 Гц, вода:
метанол, 35 °C, 10 ч
83,3 мг GAE/100г [116]
10 Гц, 30 имп/мкс, 1,1 кВт/см3,
0,36 кДж/кг, 1,0 г/кг, NaCl,
40 °C, 12,5 мин
0,3 г GAE/100 г [117]
Обработка
электрохимически-
активированной
водой
Воздействие cтруктури-рованной
воды, нарушающее распределение
электрического заряда молекул,
ведущее к их высвобождению
Католит pH 9,6, 50 °C, 24 ч 0,12 мг/г [11]
липидоподобных соединений, извлекаемых при
последовательных процессах лиофилизации, из-
мельчения, экстракции раствором ацетона в
аппарате Сокслета в течение 8 ч с последующим
выпариванием растворителя – фитостерины и
их производные (кампестерол, стигмастерол,
ситостерол, D5-авенастерол, 24-метиленцикло-
артанол, кампестерил-3b-D-глюкопиранозид, стиг-
мастерил 3b-D-глюкопиранозид, ситостерил 3b-D-
глюкопиранозид, кампестерилпальмитат, сито-
стерилпальмитат, ситостериллинолеат), а также
моноглицериды [121]. Для извлечения нутрцев-
тических фракций липидов щелочной гидролиз,
традиционно используемый для экстракции, не
применим в связи с деструкцией в условиях сильных
482
Gribkova I.N. et al. Food Processing: Techniques and Technology. 2022;52(3):469–489
щелочей [65]. Поэтому большое значение приобретает
степень измельчения биоматериала, что показали C.
Bohnsack и др. [122]. Исследователи измельчали и
просеивали дробину с применением размера сит от
500 до 1000 мкм. Если фракция превышала 500 мкм,
то выход липидной фракции составлял 6,60–12,67 %
от массы образца спиртовой экстракции 96 %
этанолом, менее 500 мкм – увеличение до 18,0 % [122].
Известен и ферментативный способ получения
фракции липидов из дробины [99]. Образец дробины
ферментировался культурой B. subtilis 2 дня при 37 °С.
Содержание жирных кислот приведены в таблице 9.
Данные таблицы 9 показывают, что разница
между количеством выделенных при ферментации
жирных кислот и экстрагируемых без ферментации
зависит от типа извлекаемой кислоты (количество
пальметиновой и линоленовой кислот не зависит
от биокаталитической обработки, а олеиновой и
стеариновой зависит).
Липидная фракция дробины извлекалась методом
суперкритической жидкостной экстракцией. G.
Ferrentino и др. измельчали образец до следующего
фракционного состава: 9 % частиц имели диаметр
более 1 мм, 25 % – от 1 мм до 500 мкм, 44 % – от
500 до 250 мкм, 21 % – от 250 до 100 мкм [112].
Расход СО2 составлял 3,6 дм3/ч в течение 1 ч при
температуре 40 °С и уровнях давлениях 20 и 30
МПа. Было отмечено, что степень измельчения
растительного материала имеет более весомое
значение по сравнению с другими параметрами
экстракции [112].
Прочие технологии на основе переработки
пивной дробины. В обзоре представлены методы
обработки дробины в зависимости от получаемого
органического соединения. Они рассмотрены с точки
зрения применения в пищевой промышленности
для повышения нутрициологической ценности
продуктов питания.
Качество пищевой продукции зависит от
упаковочных материалов, применяемых для
длительных сроков хранения. Наиболее распро-
страненной в мире считается пластиковая упаковка.
Загрязнение, связанное с неправильной утилизацией
данной упакови, приняло глобальную форму
экологической проблемы.
Таблица 9. Профиль жирных кислот дробины
Table 9. Fatty acid profile of brewer’s spent grain
Жирные кислоты Тип дробины
Неферментированная Ферментированная
Пальметиновая 1,80 1,52
Линоленовая 0,44 0,73
Олеиновая 0,04 2,37
Стеариновая 5,59 1,03
По оценкам экспертов, утилизация упаковочного
материала от продуктов питания и напитков вы-
зывает экологическое загрязнение окружающей
среды [123]. Упаковка пищевой продукции дол-
жна быть инертна и устойчива к органическим
составляющим матрицы продукта и окружающей
среды (факторам воздействия), а также соответствовать
гигиеническим требованиям, предъявляемым к
качеству и безопасности упаковочных материалов.
Поэтому предпосылки к созданию биоутилизируемой
упаковки, т. е. разлагаемой, назрели давно. Дробина
как отход пищевого производства является
хорошим сырьем для решения данной проблемы.
В исследовании C. Moreirinha и др. сообщается
о переработке дробины на упаковочные мате-
риалы [124]. Основополагающими органическими
соединениями, обладающими каркасными свой-
ствами, служат нанокомпозитные пленки на
основе арабиноксиланов. Их получают методом
литья из нановолокнистой целлюлозы (5–75 % в
составе) с термостойкостью до 230 °С и хорошими
механическими свойствами (выдерживают давление
до 7,5 ГПа). Это важно для условий термообработки
продукции с целью увеличения сроков годности.
Авторы учли проблему воздействия ультрафиолета
на матрицу продуктов (особенно при производстве
напитков). Они встраивали в пленки феруловую
кислоту или выделяли из дробины фрагменты,
обогащенные арабиноксиланами, связанными с
ферулловой кислотой [124]. Как фенольное антио-
ксидантное соединение ферулловая кислота в
составе упаковочного материала позволяла повысить
UV–Vis барьерные свойства и способствовала
защите от автоокисления и биотрансформации
микроорганизмами.
A. M. Ferreira и др. предложили технологию
производства альтернативы пластиковым лоткам
для упаковки продуктов из дробины и картофеля,
обогащенные хитозаном, которые имели хорошие
параметры прочности и выдерживали нагрузку
3,75 МПа. Это соотвествовало характеристикам
используемой пластиковой упаковки [125].
Выводы
Строение растительной матрицы зерновой
природы возобновляемых отходов пищевого
483
Грибкова И. Н. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2022. Т. 52. № 3. С. 469–489
производства обуславливает комплексные методы
переработки для получения органических соединений
и продуктов на их основе. Необходимо учитывать
направление применения выделенных соединений
относительно методов извлечения, безопасности
экстрагентов, затрат на переработку и очищение.
Актуальными способами переработки становятся
экологичные, основанные на фракционировании
измельченного растительного материала или его
физической обработке, позволяющие достичь
высокой степени выхода и чистоты получаемого
органического соединения. Это важно при
переработке дробины для получения биоактивных
соединений (пептиды, фенольные соединения,
жирные кислоты). Необходимо продолжать вести
исследования в этом направлении, поскольку до
конца не ясны ключевые механизмы воздействия
на высвобождение органических соединений из
матрицы зерновой дробины.
Критерии авторства
И. Н. Грибкова осуществляла руководство научной
работой. Л. Н. Харламова и Е. М. Севостьянова
согласовывали макет исследования. И. Н. Грибкова,
М. А. Захаров и О. А. Борисенко осуществляли сбор
информации и анализ аналитических данных.
Конфликт интересов
Авторы заявляют отсутствие конфликта интересов.
Contribution
I.N. Gribkova supervised the research L.N. Kharlamova
and E.M. Sevostyanova designed the study plan.
I.N. Gribkova, I.N. Lazareva, M.A. Zakharov, and
O.A. Borisenko collected and analyzed data.
Conflict of interest
The authors declare that there is no conflict of interest
regarding the publication of this article.

1. Shen Y, Abeynayake R, Sun X, Ran T, Li J, Chen L, et al. Feed nutritional value of brewers’ spent grain residue resulting from protease aided protein removal. Journal of Animal Science and Biotechnology. 2019;10(1). https://doi.org/10.1186/s40104-019-0382-1

2. Tang D-S, Yin G-M, He Y-Z, Hu S-Q, Li B, Li L, et al. Recovery of protein from brewer's spent grain by ultrafiltration. Biochemical Engineering Journal. 2009;48(1):1-5. https://doi.org/10.1016/j.bej.2009.05.019

3. Lynch KM, Steffen EJ, Arendt EK. Brewers' spent grain: a review with an emphasis on food and health. Journal of the Institute of Brewing. 2016;122(4):553-568. https://doi.org/10.1002/jib.363

4. Verni M, Pontonio E, Krona A, Jacob S, Pinto D, Rinaldi F, et al. Bioprocessing of brewers’ spent grain enhances its antioxidant activity: Characterization of phenolic compounds and bioactive peptides. Frontiers in Microbiology. 2020;11. https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.01831

5. Santos M, Jiménez JJ, Bartolomé B, Gómez-Cordovés C, Del Nozal MJ. Variability of brewer’s spent grain within a brewery. Food Chemistry. 2003;80(1):17-21. https://doi.org/10.1016/S0308-8146(02)00229-7

6. Mussatto SI, Roberto IC. Chemical characterization and liberation of pentose sugars from brewer’s spent grain. Journal of Chemical Technology and Biotechnology. 2006;81(3):268-274. https://doi.org/10.1002/jctb.1374

7. Waters DM, Jacob F, Titze J, Arendt EK, Zannini E. Fibre, protein and mineral fortification of wheat bread through milled and fermented brewer’s spent grain enrichment. European Food Research and Technology. 2012;235(5):767-778. https://doi.org/10.1007/s00217-012-1805-9

8. Kanauchi O, Mitsuyama K, Araki Y. Development of a functional germinated barley foodstuff from brewer’s spent grain for the treatment of ulcerative colitis. Journal of the American Society of Brewing Chemists. 2001;59(2):59-62.

9. Carvalheiro F, Esteves MP, Parajó JC, Pereira H, Gírio FM. Production of oligosaccharides by autohydrolysis of brewery’s spent grain. Bioresource Technology. 2004;91(1):93-100. https://doi.org/10.1016/S0960-8524(03)00148-2

10. Verni M, Verardo V, Rizzello CG. How fermentation affects the antioxidant properties of cereals and legumes. Foods. 2019;8(9). https://doi.org/10.3390/foods8090362

11. Kobelev KV, Gernet MV, Gribkova IN. Innovative method for obtaining biologically active compounds from brewery mash. Food Processing: Techniques and Technology. 2021;51(1):113-124. (In Russ.). https://doi.org/10.21603/2074-9414-2021-1-113-124

12. Faulds CB, Collins S, Robertson JA, Treimo J, Eijsink VGH, Hinz SWA, et al. Protease-induced solubilisation of carbohydrates from brewers' spent grain. Journal of Cereal Science. 2009;50(3):332-336. https://doi.org/10.1016/j.jcs.2009.01.004

13. Forssell P, Kontkanen H, Schols HA, Hinz S, Eijsink VGH, Treimo J, et al. Hydrolysis of brewers' spent grain by carbohydrate degrading enzymes. Journal of the Institute of Brewing. 2008;114(4):306-314. https://doi.org/10.1002/j.2050-0416.2008.tb00774.x

14. Almeida AD, Geraldo MRF, Ribeiro LF, Silva MV, Maciel MVOB, Haminiuk CWI. Bioactive compounds from brewer’s spent grain: Phenolic compounds, fatty acids and in vitro antioxidant capacity. Acta Scientiarum - Technology. 2008;39(3):269-277.

15. Farcas AC, Socaci SA, Dulf FV, Tofană M, Mudura E, Diaconeasa Z. Volatile profile, fatty acids composition and total phenolics content of brewers' spent grain by-product with potential use in the development of new functional foods. Journal of Cereal Science. 2015;64:34-42. https://doi.org/10.1016/j.jcs.2015.04.003

16. McCarthy AL, O'Callaghan YC, Piggott CO, FitzGerald RJ, O'Brien NM. Brewers' spent grain; bioactivity of phenolic component, its role in animal nutrition and potential for incorporation in functional foods: A review. Proceedings of the Nutrition Society. 2013;72(1):117-125. https://doi.org/10.1017/S0029665112002820

17. Reddy DHK, Lee S-M, Seshaiah K. Biosorption of toxic heavy metal ions from water environment using honeycomb biomass - An industrial waste material. Water, Air, and Soil Pollution. 2011;223(9):5967-5982. https://doi.org/10.1007/s11270-012-1332-0

18. Izinyon OC, Nwosu OE, Akhigbe LO, Ilaboya IR. Performance evaluation of Fe (III) adsorption onto brewers’ spent grain. Nigerian Journal of Technology. 2016;35(4):970-978. https://doi.org/10.4314/njt.v35i4.36

19. Coseri S, Biliuta G, Simionescu BC, Stana-Kleinschek K, Ribitsch V, Harabagiu V. Oxidized cellulose - Survey of the most recent achievements. Carbohydrate Polymers. 2013;93(1):207-215. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2012.03.086

20. Ma H, Hsiao BS, Chu B. Ultrafine cellulose nanofibers as efficient adsorbents for removal of UO22+ in water. ACS Macro Letters. 2012;1(1):213-216. https://doi.org/10.1021/mz200047q

21. Su Y, Wenzel M, Paasch S, Seifert M, Böhm W, Doert T, et al. Recycling of brewer’s spent grain as a biosorbent by nitro-oxidation for uranyl ion removal from wastewater. ACS Omega. 2021;6(30):19364-19377. https://doi.org/10.1021/acsomega.1c00589

22. Samuel AE, Nwankwo IC, Ezebor F, Ojuolape AA. Adsorption of chromium by brewers spent grain -g-poly (acrylic acid-co-acryl amide) from electroplating effluent. African Journal of Pure and Applied Chemistry. 2019;13(5):64-71. https://doi.org/10.5897/AJPAC2017.0734

23. Li Q, Chai L, Qin W. Cadmium(II) adsorption on esterified spent grain: Equilibrium modeling and possible mechanisms. Chemical Engineering Journal. 2012;197:173-180. https://doi.org/10.1016/j.cej.2012.04.102

24. Chai L, Li Q, Zhu Y, Zhang Z, Wang Q, Wang Y, et al. Synthesis of thiol-functionalized spent grain as a novel adsorbent for divalent metal ions. Bioresource Technology. 2010;101(15):6269-6272. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2010.03.009

25. Su Y, Böhm W, Wenzel M, Paasch S, Acker M, Doert T, et al. Mild hydrothermally treated brewer’s spent grain for efficient removal of uranyl and rare earth metal ions. RSC Advances. 2020;10(73):45116-45129. https://doi.org/10.1039/D0RA08164G

26. Vanreppelen K, Vanderheyden S, Kuppens T, Schreurs S, Yperman J, Carleer R. Activated carbon from pyrolysis of brewer’s spent grain: Production and adsorption properties. Waste Management and Research. 2014;32(7):634-645. https://doi.org/10.1177/0734242X14538306

27. Osman AI, O'Connor E, McSpadden G, Abu-Dahrieh JK, Farrell C, Al-Muhtaseb AH, et al. Upcycling brewer's spent grain waste into activated carbon and carbon nanotubes via two-stage activation for energy and other applications. Journal of Chemical Technology and Biotechnology. 2020;95(1):183-195. https://doi.org/10.1002/jctb.6220

28. Wierzba S, Kłos A. Heavy metal sorption in biosorbents - Using spent grain from the brewing industry. Journal of Cleaner Production. 2019;225:112-120. https://doi.org/10.1016/j.jclepro.2019.03.286

29. Forssell P, Treimo J, Eijsink VGH, Faulds CB, Collins S, Schols HA, et al. Enzyme-aided fractionation of brewer's spent grains in pilot scale. Journal of the American Society of Brewing Chemists. 2011;69(2):91-99. https://doi.org/10.1094/ASBCJ-2011-0408-01

30. White JS, Yohannan BK, Walker GM. Bioconversion of brewer's spent grains to bioethanol. FEMS Yeast Research. 2008;8(7):1175-1184. https://doi.org/10.1111/j.1567-1364.2008.00390.x

31. Maache-Rezzoug Z, Maugard T, Goude R, Nouviaire A, Sannier F, Rezzoug S-A. A thermomechanical process for improving enzymatic hydrolysis of brewer’s spent grain. 18th International Congress of Chemical and Process Engineering - CHISA’ 2008; 2008; Prague. Prague; 2008.

32. Hassan SS, Tiwari BK, Williams GA, Jaiswal AK. Bioprocessing of brewers' spent grain for production of xylanopectinolytic enzymes by Mucor sp. Bioresource Technology Reports. 2020;9. https://doi.org/10.1016/j.biteb.2019.100371

33. Bernal-Ruiz M, Correa-Lozano A, Gomez-Sánchez L, Quevedo-Hidalgo B, Rojas-Pérez LC, García-Castillo C, et al. Brewer’s spent grain as substrate for enzyme and reducing sugar production using Penicillium sp. HC1. Revista de la Academia Colombiana de Ciencias Exactas, Fisicas y Naturales. 2021;45(176):850-863.

34. Duarte LC, Carvalheiro F, Lopes S, Marques S, Parajó JC, Gírio FM. Comparison of two posthydrolysis processes of Brewery's spent grain autohydrolysis liquor to produce a pentose-containing culture medium. Applied Biochemistry and Biotechnology - Part A Enzyme Engineering and Biotechnology. 2004;115(1-3):1041-1058. https://doi.org/10.1385/ABAB:115:1-3:1041

35. Abdel-Rahman MA, Hassan SE-D, Fouda A, Radwan AA, Barghoth MG, Desouky SG. Evaluating the effect of lignocellulose-derived microbial inhibitors on the growth and lactic acid production by Bacillus coagulans Azu-10. Fermentation. 2021;7(1). https://doi.org/10.3390/fermentation7010017

36. Macheiner D, Adamitsch BF, Karner F, Hampel WA. Pretreatment and hydrolysis of brewer's spent grains. Engineering in Life Sciences. 2003;3(10):401-405. https://doi.org/10.1002/elsc.200301831

37. Knob A, Terrasan CRF, Carmona EC. β-Xylosidases from filamentous fungi: An overview. World Journal of Microbiology and Biotechnology. 2010;26(3):389-407. https://doi.org/10.1007/s11274-009-0190-4

38. Gusmão RO, Solidade LS, Ferreira LFAA, de Assis FGDV, Da Cruz AR, Leal PL. Filamentous fungi producing enzymes under fermentation in cassava liquid waste. Acta Scientiarum - Biological Sciences. 2018;40(1). https://doi.org/10.4025/actascibiolsci.v40i1.41512

39. Li Y, Yan P, Lu X, Qiu Y, Liang S, Liu G, et al. Involvement of PaSNF1 in Fungal Development, Sterigmatocystin Biosynthesis, and Lignocellulosic Degradation in the Filamentous Fungus Podospora anserina. Frontiers in Microbiology. 2020;11. https://doi.org/10.3389/fmicb.2020.01038

40. Lynch KM, Strain CR, Johnson C, Patangia D, Stanton C, Koc F, et al. Extraction and characterisation of arabinoxylan from brewers spent grain and investigation of microbiome modulation potential. European Journal of Nutrition. 2021;60(8):4393-4411. https://doi.org/10.1007/s00394-021-02570-8

41. Reis SF, Coelho E, Coimbra MA, Abu-Ghannam N. Improved efficiency of brewer’s spent grain arabinoxylans by ultrasound-assisted extraction. Ultrasonics Sonochemistry. 2015;24:155-164. https://doi.org/10.1016/j.ultsonch.2014.10.010

42. Parchami M, Ferreira JA, Taherzadeh MJ. Starch and protein recovery from brewer’s spent grain using hydrothermal pretreatment and their conversion to edible filamentous fungi - A brewery biorefinery concept. Bioresource Technology. 2021;337. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2021.125409

43. Coelho E, Rocha MAM, Saraiva JA, Coimbra MA. Microwave superheated water and dilute alkali extraction of brewers' spent grain arabinoxylans and arabinoxylo-oligosaccharides. Carbohydrate Polymers. 2014;99:415-422. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2013.09.003

44. Mendez DA, Marti E, Puyuelo B, Colon J, Ponsa S. Evaluation of pre-treatments of brewery’s spent grain for growing bacteria in the production of polyhydroxyalkanoates. Chemical Engineering Transactions. 2018;65:403-408. https://doi.org/10.3303/CET1865068

45. Mishtra PK, Gregor T, Wimmer R. Utilising brewer’s spent grain as a source of cellulose nanofibres following separation of protein-based biomass. BioResources. 2017;12(1):107-116.

46. Martínez-Encinas EG, Carvajal-Millán E, Calderón de la Barca AM, Rascón-Chu A, Martínez-Porchas M, Márquez-Escalante JA, et al. Extraction and characterization of arabinoxylans obtained from nixtamalized brewers’ spent grains. Food Science and Technology International. 2021;9. https://doi.org/10.1177/10820132211060609

47. Reis SF, Coelho E, Coimbra MA, Abu-Ghannam N. Improved efficiency of brewer’s spent grain arabinoxylans by ultrasound-assisted extraction. Ultrasonics Sonochemistry. 2015;24:155-164. https://doi.org/10.1016/j.ultsonch.2014.10.010

48. Vieira E, Rocha MAM, Coelho E, Pinho O, Saraiva JA, Ferreira IMPLVO, et al. Valuation of brewer's spent grain using a fully recyclable integrated process for extraction of proteins and arabinoxylans. Industrial Crops and Products. 2014;52:136-143. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2013.10.012

49. Coelho E, Rocha MAM, Moreira ASP, Domingues MRM, Coimbra MA. Revisiting the structural features of arabinoxylans from brewers’ spent grain. Carbohydrate Polymers. 2016;139:167-176. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2015.12.006

50. Abdi R, Joye IJ. Prebiotic potential of cereal components. Foods. 2021;10(10). https://doi.org/10.3390/foods10102338

51. Pires EJ, Ruiz HA, Teixeira JA, Vicente AA. A new approach on brewer’s spent grains treatment and potential use as lignocellulosic yeast cells carriers. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2012;60(23):5994-5999. https://doi.org/10.1021/jf300299m

52. Kumari B, Tiwari BK, Walsh D, Griffin TP, Islam N, Lyng JG, et al. Impact of pulsed electric field pre-treatment on nutritional and polyphenolic contents and bioactivities of light and dark brewer's spent grains. Innovative Food Science and Emerging Technologies. 2019;54:200-210. https://doi.org/10.1016/j.ifset.2019.04.012

53. Wu J, Magrakvelidze M, Schmidt LPH, Kunitski M, Pfeifer T, Schöffler M, et al. Understanding the role of phase in chemical bond breaking with coincidence angular streaking. Nature Communications. 2013;4. https://doi.org/10.1038/ncomms3177

54. Torres-Mayanga PC, Azambuja SPH, Tyufekchiev M, Tompsett GA, Timko MT, Goldbeck R, et al. Subcritical water hydrolysis of brewer’s spent grains: Selective production of hemicellulosic sugars (C-5 sugars). Journal of Supercritical Fluids. 2019;145:19-30. https://doi.org/10.1016/j.supflu.2018.11.019

55. Gernet MV, Zakharov MA, Gribkova IN. The antioxidant compounds determination of various brewer's spent grain extracts. Scientific Study and Research: Chemistry and Chemical Engineering, Biotechnology, Food Industry. 2020;21(2):263-270.

56. Meneses NGT, Martins S, Teixeira JA, Mussatto SI. Influence of extraction solvents on the recovery of antioxidant phenolic compounds from brewer’s spent grains. Separation and Purification Technology. 2013;108:152-158. https://doi.org/10.1016/j.seppur.2013.02.015

57. Апаева А. В., Ямансарова Э. Т., Куковинец О. С. Исследование экстракции флавоноидов из плодовых оболочек гречихи в различных условиях // Вестник Башкирского университета. 2015. Т. 20. № 4. С. 1223-1226.

58. Kochetova MV, Semenistaya EN, Larionov OG, Revina AA. The biologically active phenols and polyphenols determination in various objects by chromatography methods. Russian Chemical Reviews. 2007;76(1):79-90. https://doi.org/10.1070/RC2007v076n01ABEH003632

59. Тухтаев Х. Р., Зарипова Р. Ш., Ёдгоров М. Ф. Количественная оценка качества сухого экстракта шалфея, полученного в присутствии поверхностно-активных веществ // Farmatsevtika jurnali. 2017. № 2. С. 112-116.

60. Переверткина И. В., Волков А. Д., Болотов В. М. Влияние глицерина на экстрагирование антоциановых пигментов из растительного сырья // Химия растительного сырья. 2011. № 2. С. 187-188.

61. Wahlström R, Rommi K, Willberg-Keyriläinen P, Ercili-Cura D, Holopainen-Mantila U, Hiltunen J, et al. High yield protein extraction from brewer's spent grain with novel carboxylate salt - urea aqueous deep eutectic solvents. ChemistrySelect. 2017;2(29):9355-9363. https://doi.org/10.1002/slct.201701492

62. Ikram S, Huang LY, Zhang H, Wang J, Yin M. Composition and nutrient value proposition of brewers spent grain. Journal of Food Science. 2017;82(10):2232-2242. https://doi.org/10.1111/1750-3841.13794

63. Li W, Yang H, Coldea TE, Zhao H. Modification of structural and functional characteristics of brewer's spent grain protein by ultrasound assisted extraction. LWT. 2021;139. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2020.110582

64. Chin YL, Chai KF, Chen WN. Upcycling of brewers' spent grains via solid-state fermentation for the production of protein hydrolysates with antioxidant and techno-functional properties. Food Chemistry: X. 2021;13. https://doi.org/10.1016/j.fochx.2021.100184

65. Celus I, Brijs K, Delcour JA. Enzymatic hydrolysis of Brewers’ spent grain proteins and technofunctional properties of the resulting hydrolysates. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2007;55(21):8703-8710. https://doi.org/10.1021/jf071793c

66. Connolly A, Piggott CO, Fitzgerald RJ. Characterization of protein-rich isolates and antioxidant phenolic extracts from pale and black spent grain brewers. International Journal of Food Science and Technology. 2013;48(8):1670-1681.

67. Kramer RM, Shende VR, Motl N, Pace CN, Scholtz JM. Toward a molecular understanding of protein solubility: increased negative surface charge correlates with increased solubility. Biophysical Journal. 2012;102(8):1907-1915. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2012.01.060

68. Qin F, Johansen AZ, Mussatto SI. Evaluation of different pretreatment strategies for protein extraction from brewer’s spent grains. Industrial Crops and Products. 2018;125:443-453. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2018.09.017

69. Treimo J, Aspmo SI, Eijsink VGH, Horn SJ. Enzymatic solubilization of proteins in Brewer’s spent grain. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2008;56(12):5359-5365. https://doi.org/10.1021/jf073317s

70. Essien JP, Udotong IR. Amino acid profile of biodegraded brewers spent grains (BSG). Journal of Applied Sciences and Environmental Management. 2008;12(1):109-111. https://doi.org/10.4314/jasem.v12i1.55582

71. Barbosa C, García-Martínez J, Pérez-Ortín JE, Mendes-Ferreira A. Comparative transcriptomic analysis reveals similarities and dissimilarities in Saccharomyces cerevisiae wine strains response to nitrogen availability. PLoS ONE. 2015;10(4). https://doi.org/10.1371/journal.pone.0122709

72. Cermeño M, Connolly A, O'Keeffe MB, Flynn C, Alashi AM, Aluko RE, et al. Identification of bioactive peptides from brewers' spent grain and contribution of Leu/Ile to bioactive potency. Journal of Functional Foods. 2019;60. https://doi.org/10.1016/j.jff.2019.103455

73. Nongonierma AB, FitzGerald RJ. Features of dipeptidyl peptidase IV (DPP-IV) inhibitory peptides from dietary proteins. Journal of Food Biochemistry. 2019;43(1). https://doi.org/10.1111/jfbc.12451

74. Ma F-F, Wang H, Wei C-K, Thakur K, Wei Z-J, Jiang L. Three novel ACE inhibitory peptides isolated from Ginkgo biloba seeds: Purification, inhibitory kinetic and mechanism. Frontiers in Pharmacology. 2019;9. https://doi.org/10.3389/fphar.2018.01579

75. Tang D-S, Yin G-M, He Y-Z, Hu S-Q, Li B, Li L, et al. Recovery of protein from brewer's spent grain by ultrafiltration. Biochemical Engineering Journal. 2009;48(1):1-5. https://doi.org/10.1016/j.bej.2009.05.019

76. Jaeger A, Zannini E, Sahin AW, Arendt EK. Barley protein properties, extraction and applications, with a focus on brewers’ spent grain protein. Foods. 2021;10(6). https://doi.org/10.3390/foods10061389

77. Tang D-S, Tian Y-J, He Y-Z, Li L, Hu S-Q, Li B. Optimisation of ultrasonic-assisted protein extraction from brewer’s spent grain. Czech Journal of Food Sciences. 2010;28(1):9-17. https://doi.org/10.17221/178/2009-cjfs

78. Macias-Garbett R, Serna-Hernández SO, Sosa-Hernández JE, Parra-Saldívar R. Phenolic compounds from brewer’s spent grains: toward green recovery methods and applications in the cosmetic industry. Frontiers in Sustainable Food Systems. 2021;5. https://doi.org/10.3389/fsufs.2021.681684

79. Zuorro A, Iannone A, Lavecchia R. Water-organic solvent extraction of phenolic antioxidants from brewers’ spent grain. Processes. 2019;7(3). https://doi.org/10.3390/pr7030126

80. Andres AI, Petron MJ, Lopez AM, Timon ML. Optimization of extraction conditions to improve phenolic content and in vitro antioxidant activity in craft brewers’ spent grain using Response Surface Methodology (RSM). Foods. 2020;9(10). https://doi.org/10.3390/foods9101398

81. Birsan RI, Wilde P, Waldron KW, Rai DK. Recovery of polyphenols from brewer's spent grains. Antioxidants. 2019;8(9). https://doi.org/10.3390/antiox8090380

82. Bonifácio-Lopes T, Vilas Boas AA, Coscueta ER, Costa EM, Silva S, Campos D, et al. Bioactive extracts from brewer's spent grain. Food and Function. 2020;11(10):8963-8977. https://doi.org/10.1039/D0FO01426E

83. Lemańska K, Szymusiak H, Tyrakowska B, Zieliński R, Soffers AEMF, Rietjens IMCM. The influence of pH on antioxidant properties and the mechanism of antioxidant action of hydroxyflavones. Free Radical Biology and Medicine. 2001;31(7):869-881. https://doi.org/10.1016/S0891-5849(01)00638-4

84. Honda S, Ishida R, Hidaka K, Masuda T. Stability of polyphenols under alkaline conditions and the formation of a xanthine oxidase inhibitor from gallic acid in a solution at pH 7.4. Food Science and Technology Research. 2019;25(1):123-129. https://doi.org/10.3136/fstr.25.123

85. Friedman M, Jürgens HS. Effect of pH on the stability of plant phenolic compounds. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2000;48(6):2101-2110. https://doi.org/10.1021/jf990489

86. Zeng L, Ma M, Li C, Luo L. Stability of tea polyphenols solution with different pH at different temperatures. International Journal of Food Properties. 2017;20(1):1-18. https://doi.org/10.1080/10942912.2014.983605

87. Zhou X, Iqbal A, Li J, Liu C, Murtaza A, Xu X, et al. Changes in browning degree and reducibility of polyphenols during autoxidation and enzymatic oxidation. Antioxidants. 2021;10(11). https://doi.org/10.3390/antiox10111809

88. Hernanz D, Nuñez V, Sancho AI, Faulds CB, Williamson G, Bartolomé B, et al. Hydroxycinnamic acids and ferulic acid dehydrodimers in barley and processed barley. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2001;49(10):4884-4888. https://doi.org/10.1021/jf010530u

89. Bartolomé B, Santos M, Jimeénez JJ, Del Nozal MJ, Gomez-Cordoveés C. Pentoses and hydroxycinnamic acids in brewer’s spent grain. Journal of Cereal Science. 2002;36(1):51-58. https://doi.org/10.1006/jcrs.2002.0442

90. Mandalari G, Faulds C, Sancho AI, Saija A, Bisignano G, Locurto R, et al. Fractionation and characterisation of arabinoxylans from brewers’ spent grain and wheat bran. Journal of Cereal Science. 2005;42(2):205-212. https://doi.org/10.1016/j.jcs.2005.03.001

91. Mussatto SI, Dragone G, Roberto IC. Ferulic and p-coumaric acids extraction by alkaline hydrolysis of brewer’s spent grain. Industrial Crops and Products. 2007;25(2):231-237. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2006.11.001

92. Jay AJ, Parker ML, Faulks R, Husband F, Wilde P, Smith AC, et al. A systematic micro-dissection of brewers’ spent grain. Journal of Cereal Science. 2008;47(2):357-364. https://doi.org/10.1016/j.jcs.2007.05.006

93. McCarthy AL, O'Callaghan YC, Connolly A, Piggott CO, Fitzgerald RJ, O'Brien NM. Phenolic extracts of brewers’ spent grain (BSG) as functional ingredients - Assessment of their DNA protective effect against oxidant-induced DNA single strand breaks in U937 cells. Food Chemistry. 2012;134(2):641-646. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2012.02.133

94. Reis SF, Abu-Ghannam N. Antioxidant capacity, arabinoxylans content and in vitro glycaemic index of cereal-based snacks incorporated with brewer’s spent grain. LWT - Food Science and Technology. 2014;55(1):269-277. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2013.09.004

95. Stefanello FS, dos Santos CO, Bochi VC, Fruet APB, Soquetta MB, Dörr AC, et al. Analysis of polyphenols in brewer’s spent grain and its comparison with corn silage and cereal brans commonly used for animal nutrition. Food Chemistry. 2018;239:385-401. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2017.06.130

96. Ideia P, Sousa-Ferreira I, Castilho PC. A novel and simpler alkaline hydrolysis methodology for extraction of ferulic acid from brewer’s spent grain and its (partial) purification through adsorption in a synthetic resin. Foods. 2020;9(5). https://doi.org/10.3390/foods9050600

97. Tišma M, Jurić A, Bucić-Kojić A, Panjičko M, Planinić M. Biovalorization of brewers’ spent grain for the production of laccase and polyphenols. Journal of the Institute of Brewing. 2018;124(2):182-186. https://doi.org/10.1002/jib.479

98. Leite P, Silva C, Salgado JM, Belo I. Simultaneous production of lignocellulolytic enzymes and extraction of antioxidant compounds by solid-state fermentation of agro-industrial wastes. Industrial Crops and Products. 2019;137:315-322. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2019.04.044

99. Tan YX, Mok WK, Lee J, Kim J, Chen WN. Solid state fermentation of Brewers’ spent grains for improved nutritional profile using Bacillus subtilis WX-17. Fermentation. 2019;5(3). https://doi.org/10.3390/fermentation5030052

100. da Costa Maia I, Thomaz dos Santos D'Almeida C, Guimarães Freire DM, d'Avila Costa Cavalcanti E, Cameron LC, Furtado Dias F, et al. Effect of solid-state fermentation over the release of phenolic compounds from brewer's spent grain revealed by UPLC-MSE. LWT. 2020;133. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2020.110136

101. Forssell P, Kontkanen H, Schols HA, Hinz S, Eijsink VGH, Treimo J, et al. Hydrolysis of brewers’ spent grain by carobohydrate degrading enzymes. Journal of the Institute of Brewing. 2008;114(4):306-314. https://doi.org/10.1002/j.2050-0416.2008.tb00774.x

102. Szwajgier D, Targoński Z. Release of free ferulic acid and feruloylated arabinoxylans from brewery’s spent grain by commercial enzyme preparations. EJPAU. 2006;9(1).

103. Alonso-Riaño P, Diez MTS, Blanco B, Beltrán S, Trigueros E, Benito-Román O. Water ultrasound-assisted extraction of polyphenol compounds from brewer's spent grain: Kinetic study, extract characterization, and concentration. Antioxidants. 2020;9(3). https://doi.org/10.3390/antiox9030265

104. Chetrariu A, Dabija A. Spent grain from malt whisky: Assessment of the phenolic compounds. Molecules. 2021;26(11). https://doi.org/10.3390/molecules26113236

105. Herbst G, Hamerski F, Errico M, Corazza ML. Pressurized liquid extraction of brewer’s spent grain: Kinetics and crude extracts characterization. Journal of Industrial and Engineering Chemistry. 2021;102:370-383. https://doi.org/10.1016/j.jiec.2021.07.020

106. Smeds AI, Eklund PC, Sjöholm RE, Willför SM, Nishibe S, Deyama T, et al. Quantification of a broad spectrum of lignans in cereals, oilseeds, and nuts. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2007;55(4):1337-1346. https://doi.org/10.1021/jf0629134

107. Holtekjølen AK, Kinitz C, Knutsen SH. Flavanol and bound phenolic acid contents in different barley varieties. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 2006;54(6):2253-2260. https://doi.org/10.1021/jf052394p

108. He R, Wu K, Zhang A, Xie Z, Sun P. Mechanochemical-assisted extraction and pharmacological study of triterpenoids from Antrodia camphorata. Applied Sciences. 2019;9(20). https://doi.org/10.3390/app9204281

109. de Oliveira AA, Torres AG, Perrone D, Monteiro M. Effect of high hydrostatic pressure processing on the anthocyanins content, antioxidant activity, sensorial acceptance and stability of jussara (Euterpe edulis) juice. Foods. 2021;10(10). https://doi.org/10.3390/foods10102246

110. Uribe E, Delgadillo A, Giovagnoli-Vicunã C, Quispe-Fuentes I, Zura-Bravo L. Extraction techniques for bioactive compounds and antioxidant capacity determination of chilean papaya (Vasconcellea pubescens) fruit. Journal of Chemistry. 2015;2015. https://doi.org/10.1155/2015/347532

111. Spinelli S, Conte A, Lecce L, Padalino L, Del Nobile MA. Supercritical carbon dioxide extraction of brewer's spent grain. Journal of Supercritical Fluids. 2015;107:69-74. https://doi.org/10.1016/j.supflu.2015.08.017

112. Ferrentino G, Ndayishimiye J, Haman N, Scampicchio M. Functional activity of oils from brewer’s spent grain extracted by supercritical carbon dioxide. Food and Bioprocess Technology. 2019;12(5):789-798. https://doi.org/10.1007/s11947-019-02249-3

113. López-Linares JC, Campillo V, Coca M, Lucas S, García-Cubero MT, et al. Microwave-assisted deep eutectic solvent extraction of phenolic compounds from brewer's spent grain. Journal of Chemical Technology and Biotechnology. 2021;96(2):481-490. https://doi.org/10.1002/jctb.6565

114. Moreira MM, Morais S, Barros AA, Delerue-Matos C, Guido LF. A novel application of microwave-assisted extraction of polyphenols from brewer's spent grain with HPLC-DAD-MS analysis. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 2012;403(4):1019-1029. https://doi.org/10.1007/s00216-011-5703-y

115. Martín-García B, Tylewicz U, Verardo V, Pasini F, Gómez-Caravaca AM, Caboni MF, et al. Pulsed electric field (PEF) as pre-treatment to improve the phenolic compounds recovery from brewers' spent grains. Innovative Food Science and Emerging Technologies. 2020;64. https://doi.org/10.1016/j.ifset.2020.102402

116. Redondo D, Venturini ME, Luengo E, Raso J, Arias E. Pulsed electric fields as a green technology for the extraction of bioactive compounds from thinned peach by-products. Innovative Food Science and Emerging Technologies. 2018;45:335-343. https://doi.org/10.1016/j.ifset.2017.12.004

117. Tzima K, Brunton NP, Lyng JG, Frontuto D, Rai DK. The effect of Pulsed Electric Field as a pre-treatment step in Ultrasound Assisted Extraction of phenolic compounds from fresh rosemary and thyme by-products. Innovative Food Science and Emerging Technologies. 2021;69. https://doi.org/10.1016/j.ifset.2021.102644

118. Eder R, Mappala H. The role of tocotrienols in the treatment of non-alcoholic steatohepatitis- a meta-analysis. Gut. 2019;68:A144. https://doi.org/10.1136/gutjnl-2019-IDDFabstracts.280

119. Thavasiappan V, Nanjappan K, Ezakial Napolean R, Visha P, Selvaraj P, Doraisamy KA. Fatty acid profile of wet brewer’s spent grain. International Journal of Science, Environment and Technology. 2016;5(4):2516-2521.

120. Zárate R, el Jaber-Vazdekis N, Tejera N, Pérez JA, Rodríguez C. Significance of long chain polyunsaturated fatty acids in human health. Clinical and Translational Medicine. 2017;6(1). https://doi.org/10.1186/s40169-017-0153-6

121. del Río JC, Prinsen P, Gutiérrez A. Chemical composition of lipids in brewer’s spent grain: A promising source of valuable phytochemicals. Journal of Cereal Science. 2013;58(2):248-254. https://doi.org/10.1016/j.jcs.2013.07.001

122. Bohnsack C, Ternes W, Büsing A, Drotleff AM. Tocotrienol levels in sieving fraction extracts of brewer’s spent grain. European Food Research and Technology. 2011;232(4):563-573. https://doi.org/10.1007/s00217-010-1419-z

123. Phelan A, Meissner K, Humphrey J, Ross H. Plastic pollution and packaging: Corporate commitments and actions from the food and beverage sector. Journal of Cleaner Production. 2022;331. https://doi.org/10.1016/j.jclepro.2021.129827

124. Moreirinha C, Vilela C, Silva NHCS, Pinto RJB, Almeida A, Rocha MAM, et al. Antioxidant and antimicrobial films based on brewers spent grain arabinoxylans, nanocellulose and feruloylated compounds for active packaging. Food Hydrocolloids. 2020;108. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2020.105836

125. Ferreira AM, Martins J, Carvalho LH, Magalhães FD. Biosourced disposable trays made of brewer’s spent grain and potato starch. Polymers. 2019;11(5). https://doi.org/10.3390/polym11050923